Cytochrom-c-Oxidase

Die Transportgleichung lautet:^[5]

4 Cytc(Fe²⁺) + O₂ + 8 H⁺_innen → 4 Cytc(Fe³⁺) + 2 H₂O + 4 H⁺_außen

Die Funktion der Cytochrom-c-Oxidase besteht aus der

• Reduktion von Sauerstoff zu Wasser (biologische Knallgasreaktion) mittels Elektronen vom Cytochrom c und dem
• Transport von Protonen (Protonenpumpe) über die biologische Membran.

Während des katalytischen Zyklus der Cytochrom-c-Oxidase wird ein Molekül Sauerstoff (O₂) zu zwei Molekülen Wasser (H₂O) reduziert. Als Reduktionsmittel werden vier Elektronen (e⁻) von vier Molekülen Cytochrom c sowie Protonen (H⁺) für die Wasserbildung aus dem Innenraum des Mitochondriums (Matrix) gebraucht. Die bei der Reduktion von Sauerstoff zu Wasser freigesetzte Energie wird zum Aufbau eines Protonengradienten über die innere Mitochondrienmembran genutzt. Pro Reaktionszyklus werden vier Protonen aus dem Innenraum des Mitochondriums in den Intermembranraum transportiert.

Über das komplexe Zusammenspiel der ablaufenden Sauerstoffchemie, der Elektronentransferreaktionen, sowie den Protonenaufnahme- und Pumpschritten und deren genauen zeitlichen Abfolgen konnten in letzter Zeit einige Vorstellungen entwickelt werden. In Abb. 3 und 4 finden sich Modelle über die Abfolge der Redoxreaktionen und der Mechanik des Pumpmechanismus.^[6][7]

Die Cytochrom c Oxidase ist ein Membranprotein. Es enthält verschiedene metallische prosthetische Gruppen:^[8]

• 2 Häm-Gruppen
• Die Cytochrome a und a₃
• Zwei Kupfer-Zentren (Cu_A und Cu_B).

Das Cu_A befindet sich an der Bindungsstelle für Cytochrom c. Nach dessen Oxidation wird das Elektron über Cytochrom a zu Cytochrom a₃ weitergeleitet, wo es zusammen mit Cu_B die O₂-Reduktion katalysiert. Der Ablauf ist im Einzelnen in Abb. 3 dargestellt.

A: Am Fe(II) des Hämins _a3 ist koordinativ ein O₂ Molekül gebunden.

→ Es beginnen zwei Umlagerungen (dünne schwarze gestrichelte Pfeile).

P_M: Fe(II) ist zu Fe(IV)=O²⁻ und Cu(I) zu Cu(II)-OH⁻ oxidiert. Das Wasserstoffatom stammt von einem Tyrosin-Rest, der dabei zum Radikal (*) wird.

→ Ein e⁻ lagert sich an das Radikal an.

P_R: Das Radikal ist zum Tyrosin-Anion reduziert.

→ Das erste H⁺ wird von innen nach außen transloziert (blauer gestrichelter Pfeil). Simultan wird Cu(II)-OH⁻ protoniert.

F: Bei der Protonierung ist Cu(II) mit koordinativ gebundenem Wasser entstanden.

→ Das zweite H⁺ wird transloziert. Fe(IV)=O²⁻ wird reduziert und protoniert. Durch Abspaltung von Cu(II) wird das erste Wassermolekül frei.

O_H: Durch Protonierung und Reduktion von Fe(IV)=O²⁻ ist Fe(III)-OH⁻ entstanden.

→ Dritte Protonenstransloktion. Reduktion von Cu(II) und Protonierung des Tyrosin-Anions.

E_H: Cu(II) ist zu Cu(I) reduziert und das Tyrosin-Anion zum Tyr-OH protoniert.

→ Vierte H⁺-Translokation. Fe(III)-OH⁻ wird reduziert und die OH⁻-Gruppe protoniert.

R: Das Zentralatom des Hämins _a3 ist zu Fe(II) reduziert. Das zweite H₂O ist entstanden.

→ Die beiden entstandenen Wassermoleküle werden ausgeschieden. Ein Sauerstoffatom lagert sich koordinativ am Fe(II) an.

Das Enzym leistet nicht nur in Mitochondrien, sondern auch in einer Vielzahl von aeroben Prokaryoten einen wichtigen Beitrag zum Energiestoffwechsel, indem es als Protonenpumpe zum Aufbau eines chemiosmotischen Potentials beiträgt.

Bei der Oxidation von vier Cytochrom_c-Molekülen werden 4 Protonen transloziert. Jede dieser Reaktionen läuft (vereinfacht gesagt) nach demselben Mechanismus ab. Er ist rechts in Abb. 4 in vier Phasen (1–4) dargestellt.

1: Die Cytochrom c Oxidase ist in die Zellmembran (weiß) eingebettet. An der Außenseite (rötlich) lagert sich reduziertes Cyt_c an einem Kupferzentrum an. An der Zellplasma-Seite (unten) der Membran befinden sich die Eingänge zu zwei Protonen-Kanälen D und K.

2: Nach Abgabe eines Elektrons vom Cyt_c an das Cu-Zentrum wird das Elektron an das Fe-Zentrum von Cyt_a weiter geleitet. Der D-Kanal wird geöffnet und durch ihn dringt ein Proton bis zur „Protonenladestelle“ (PLS) ein.

3: Das Elektron gelangt vom Cyt_a zum Cyt_a3-Zentrum, während ein Proton in den K-Kanal eindringt. Das PLS-Proton oben im Enzym erfährt dabei eine deutliche Erhöhung seiner Acidität (von pK=11 zu pK=5!).

4: Das PLS-Proton wird an der Außenseite der Membran abgegeben. Synchron dazu geht das H⁺ im K-Kanal eine der links dargestellten Protonierungsreaktionen ein, während das e⁻ vom Cyt_a3 in einer der vier in Abb. 3 dargestellten Reduktionen verbraucht wird.

Der mitochondriale Enzymkomplex IV in Säugetieren besteht aus 13 Untereinheiten,^[9] von denen die Untereinheiten I–III mitochondrial und die weiteren Untereinheiten IV–XIII vom Nukleus kodiert sind. Die Untereinheit I besitzt die drei redoxaktiven Metallzentren Häm a, Häm a₃ und Cu_B. Häm a₃ und Cu_B bilden zusammen das katalytisch aktive Zentrum, an dem Sauerstoff gebunden und zu Wasser reduziert wird. Die Untereinheit II besitzt das redoxaktive Metallzentrum Cu_A, das Elektronen vom Cytochrom c aufnimmt, die dann zum Häm a und weiter zum Häm a₃ transferiert werden.

Der Komplex IV beim Menschen im Detail:

Cyanide, Kohlenmonoxid, Schwefelwasserstoff und Azide sind Inhibitoren der Cytochrom-c-Oxidase. Sie blockieren die Bindungsstelle für Sauerstoff im aktiven Zentrum.

Zum Nachweis des Enzyms Cytochrom-c-Oxidase in Zellen wird der Oxidase-Test verwendet.

• Cytochrom c: O₂ Oxidoreduktase
• Cytochrom-Oxidase (Zytochromoxidase)
• Komplex IV der Atmungskette
• Cytochrom-aa₃-Komplex nach David Keilin
• Atmungsferment nach Otto Warburg (Nobelpreis für die Entdeckung)
• Indophenol-Oxidase nach Paul Ehrlich

Weitere Enzymkomplexe der Atmungskette:

• Komplex I auch NADH-Dehydrogenase
• Komplex II auch Succinat-Dehydrogenase
• Komplex III auch Cytochrom-c-Reduktase
• Komplex V auch ATP-Synthase

• O. Warburg: Über Eisen, den sauerstoffübertragenden Bestandteil des Atmungsfermentes. In: Biochemische Zeitschrift. Band 152, 1924, S. 479–494, doi:10.1002/cber.19250580603.
• David Keilin: On cytochrome, a respiratory pigment, common to animals, yeast, and higher plants. In: Proc. Royal Soc. London. Series B. Band 98, 1925, S. 312–339, JSTOR:81121.
• T. Tsukihara, H. Aoyama, E. Yamashita u. a.: The whole structure of the 13-subunit oxidized cytochrome c oxidase at 2.8 A. In: Science. Band 272, Nr. 5265, Mai 1996, S. 1136–1144, doi:10.1126/science.272.5265.1136, PMID 8638158. 
• S. Iwata, C. Ostermeier, B. Ludwig u. a.: Structure at 2.8 A resolution of cytochrome c oxidase from Paracoccus denitrificans. In: Nature. Band 376, Nr. 6542, August 1995, S. 660–669, doi:10.1038/376660a0, PMID 7651515. 
• F. Diaz: Cytochrome c oxidase deficiency: patients and animal models. In: Biochim Biophys Acta. Band 1802, Nr. 1, Januar 2010, S. 100–110, doi:10.1016/j.bbadis.2009.07.013, PMID 19682572. 

• B Jassal: Electron transfer from reduced cytochrome c to molecular oxygen. In: reactome.org. EBI, 28. Juni 2005, abgerufen am 4. Oktober 2010. 

1. ↑ Eintrag zu Leber-Optikusneuropathie, hereditäre. In: Orphanet (Datenbank für seltene Krankheiten), abgerufen am 4. Oktober 2010.
2. ↑ Eintrag zu Myoglobinurie, rekurrente, genetisch bedingte. In: Orphanet (Datenbank für seltene Krankheiten), abgerufen am 4. Oktober 2010.
3. ↑ Mitochondrially inherited nonsyndromic sensorineural deafness. In: Online Mendelian Inheritance in Man. (englisch)
4. ↑ Paul Diepgen, Heinz Goerke: Aschoff/Diepgen/Goerke: Kurze Übersichtstabelle zur Geschichte der Medizin. 7., neubearbeitete Auflage. Springer, Berlin/Göttingen/Heidelberg 1960, S. 55.
5. ↑ 3.D.4 The Proton-translocating Cytochrome Oxidase (COX) Superfamily. In: TCDB. Saier Lab Bioinformatics, abgerufen am 4. Oktober 2010 (englisch). 
6. ↑ Y. C. Kim, M. Wikström, G. Hummer: Kinetic gating of the proton pump in cytochrome c oxidase. In: PNAS. 106/33, 2009, S. 13707–13712, doi:10.1073/pnas.0903938106.
7. ↑ V. Sharma, G. Enkavi, I. Vattulainen, T. Róg, M. Wikström: Proton-coupled electron transfer and the role of water molecules in proton pumping by cytochrome c Oxidase. In: PNAS. 112/07, 2015, S. 2040–2045, doi:10.1073/pnas.1409543112.
8. ↑ T. Tsukihara, H. Aoyama, E. Yamashita, T. Tomizaki, H. Yamaguchi, K. Shinzawa-Itoh, R. Nakashima, R. Yaono, S. Yoshikawa: Structures of metal sites of oxidized bovine heart cytochrome c oxidase at 2.8 A. In: Science. 269, 5227, 1995, S. 1069–1074. PMID 7652554.
9. ↑ B. Kadenbach, J. Jarausch, R. Hartmann, P. Merle: Separation of mammalian cytochrome c oxidase into 13 poly-peptides by a sodium dodecyl sulfate-gel electrophoretic procedure. In: Anal. Biochem. 129, 1983, S. 517–521. PMID 6303162.